BIOFILM OCH BAKTERIETILLVÄXT I DENTALA UNITAR

2006-05-10 BIOFILM OCH BAKTERIETILLVÄXT I DENTALA UNITAR En utrustning och metod för regelbunden rengöring, desinfektion och kontroll av dentala unitars vattensystem Patenterad Uppföljning av vetenskaplig rapport publicerad i Tandläkartidningen 2000;92(11):44-53 Å. Möller, G. Dahlén och J.-Å. Hallén Key words: Microbial colonisation, Dental units, Biofilm, Cleaning, Disinfection. Copyright

Sammanfattning: Dentala unitars komplexa vattensystem belägges med en biofilm och koloniseras efter hand alltmer av bakterier från vattenledningsvattnet. Detta är en följd av att unitens vattensystem innehåller många retentionsställen i kombination med ett lågt vattenflöde. Biofilmen utvecklas och ger förutsättningar för ytterligare starkt ökad bakteriehalt i unitvattnet. Bakterierna är vanligen inte patogena. Den förtjockade biofilmen kan dock utgöra grogrund för patogena bakterier, t.ex. Pseudomonas-arter och Legionella pneumophila. Så småningom kan även tekniska störningar med bl.a. turbinhaverier bli resultatet. Problemet har uppmärksammats av många undersökare och har bekräftats i våra undersökningar av mer än 100 unitar på olika ställen här i landet. Våra kemiska och mekaniska undersökningar har resulterat i en utrustning och metodik för regelbunden rengöring och desinfektion av unitars vattensystem. En behållare monteras permanent i den tillförande vattenledningen, och utprövade rengörings- och desinfektionsvätskor kan på så sätt med lätthet införas i vattensystemet. Bakteriologisk undersökning och uppföljning är väsentlig och ingår i planeringen. Eftersom de allra flesta unitar som varit i bruk en tid är starkt kontaminerade, rekommenderar vi initialt en intensiv reningsprocedur. Sedan ett vattensystem konstaterats vara i det närmaste bakteriefritt under några månader brukar en rening en gång var eller varannan månad vara tillräcklig. Den bakteriologiska uppföljningen kan i särskilda fall föranleda andra reningsintervall. Metoden studerades på 42 hårt koloniserade dentala unitar med en initial insats av den effektivt rengörande Unit Clean P. Därefter infördes rengöringsmedel Unit Clean 1 och efter 1 2 dagar desinfektionsmedel Unit Clean 2. Vid starkt kontaminerade unitar upprepades denna behandling. Unit Clean 1 och Unit Clean 2 användes därefter för månatlig rengöring och desinfektion. Sedan ett lågt bakterietal efter 2 5 behandlingar konstaterats, återkoloniserades dessa efter 3 veckor till 6 månader. Med ett bakteriefilter monterat på den inkommande vattenledningen i behållaren visade sig en kontrollerad bakteriefrihet kunna bibehållas under längre tid och medge, under förutsättning av regelbunden bakteriologisk kontroll, användning av spray- och spol-funktioner även i kirurgiskt arbete. Filtrets varaktighet är liksom återkolonisationen beroende av den tillförande vattenledningens kondition och därmed ledningsvattnets innehåll av fasta partiklar och bakterier. Utrustningen liksom rengörings- och desinfektionsvätskor marknadsföres under benämningen Unit Clean av Ingenjörsfirman Jan-Åke Hallén AB. Inledning Vattensystemen i våra dentala unitar koloniseras så småningom av bakterier. Kolonisationen blir efter några år omfattande och leder till att vi sprayar och spolar mängder av bakterier in i patienternas mun och därmed bjuder dem på ett vatten som inte håller det hygieniska måttet för ett dricksvatten. American Centers for Disease Control and Prevention konstaterade 1993 (1) i samband med allmänna hygienriktlinjer för tandvården, att unitarnas vatten inte uppfyllde allmänna hygieniska krav och American Dental Association (2) angav i anvisningar till sina medlemmar 1995: Dental unit water systems currently designed for general dental practice are incapable of delivering water of an optimal microbiological quality. Förutom hygieniska problem kan även tekniska störningar uppkomma, om inga reningsåtgärder vidtas, eftersom det visat sig att slangsystem och ventiler så småningom totalt obtureras. Vad är det som händer i unitens vattensystem och varför just där? Klorerat dricksvatten brukar ju normalt innehålla endast ett fåtal bakterier per ml. Den starka kolonisationen i unitarnas vattensystem kan förklaras av att detta består av trånga plastslangar med många skarvställen och ett flertal ventiler, vilket ger många retentionsställen. Genom- strömningshastigheten i slangsystemet är mycket låg med perioder av helt stillastående vatten. Studier av strömningsförhållandena i smala vattenrör har visat att flödet är begränsat till rörets centrum och i det närmaste stillastående i periferin utefter rörväggarna. Det är således goda förutsättningar för att enstaka bakterieceller ska fastna först i de många retentionsställena och sedan utefter slangväggarna. En stor del av dessa bakterier är anspråkslösa och långsamväxande (3). Oorganiska salter i vattnet, t.ex. järn, mangan, magnesium, nitrater, nitriter, fosfater, sulfater och ammoniumsalter gynnar vissa bakteriers tillväxt genom att påverka deras enzymsystem eller ingå i deras metabolism. Slutresultatet blir en komplex biofilm bestående av organiskt material, främst proteiner och polysackarider (4-19). Biofilmen kan uppnå en avsevärd tjocklek och kan så småningom övergå till en obturerande biomassa. Bakteriekolonisationen av dentala unitars vattensystem är mycket vanlig att döma av rapporter från många undersökta ställen i världen (4, 20-45). Visserligen är flertalet bakterier inte patogena, men det kan ändå inte vara tillfredsställande, att man sprayar en mängd bakterier in i patientens munhåla. Fig. 1 visar två odlingsplattor, mot vilka sprayen riktats under 5 sekuner på 30 cm avstånd. Det kan dessutom inte uteslutas, att den biofilm bakterierna byggt upp i slanglumen senare kan komma att tjäna som substrat för en del mer eller mindre patogena bakteriearter. Det har också visats, att det vid preparation av tänder kan ske ett återsug in i unitens vattensystem. Mikroorganismer från munhålan har således kunnat spå- 2

ras långt in i systemet (26, 46). En biofilm kan då göra, att även mer kräsna bakterier kan få fotfäste och föröka sig. Fig. 1 Sprayning från 3-vägsspruta från två olika unitar på odlingsplatta under 3 sekunder och på 30 cm avstånd visar på kraftig bakterietillväxt. Vidare kan det ju inte uteslutas, att patogena bakterier kommer in i vattenslangarna via vattenledningsvattnet. Om t.ex. enstaka enteropatogena E. coli, Pseudomonas, Moraxella, Staphylococcus, Salmonella- eller Legionellabakterier från vattnet skulle fastna, kan de föröka sig i det av vattenbakterier uppbyggda lagret av organiskt material (47). På senare år har alldeles särskilt risken för en omfattande kolonisation av Legionella uppmärksammats (36, 38, 44, 48-51). Flera forskare (52-54) har påvisat en förhöjd antikroppshalt mot Legionella pneumophila hos tandvårdspersonal, allra högst hos tandläkarna och högre ju längre dessa varit verksamma. Detta tyder på att tandvårdspersonalen exponeras för bakteriehaltiga aerosoler. Förutom bakterier har även patogena amöbor och svamp isolerats från unit-vatten. Amöborna liksom en del ciliater kan i sin tur hysa viabla Legionella-bakterier intracellulärt och därmed skydda dem för påverkan av antimikrobiella medel (55-58). På varmare breddgrader kan även sådana patogener som Vibrio cholerae utgöra en potentiell risk. Patogena bakterier gynnas som regel av förhöjd temperatur och de kan under sådana förhållanden uppnå tillräcklig mängd för att åstadkomma infektion. Numera måste vi räkna med, att det bland våra patienter kan finnas sådana, vilkas immunsystem av olika anledningar inte fungerar normalt och som därför kan vara ytterst känsliga även för sådana smittämnen, som den fullt friska individens infektionsförsvar lätt kan klara av (12, 59). Legionella pneumophila synes i detta sammanhang vara extra riskabel, eftersom den smittar huvudsakligen genom aerosoler från infekterat vatten, vilka vi ju i stor omfattning producerar i samband med tandbehandling (11, 43, 60, 61). Man kan inte heller utesluta, att en del av vårdpersonalen kan reagera med allergiska åkommor efter åratal av exposition för bakteriebemängda aerosoler (47). I en undersökning visade det sig, att av 30 tandläkare 14 hade en förändrad näsflora. Bland annat fanns där Pseudomonas species, vilka samtidigt kunde påvisas i unit-vattnet (22). I en annan undrsökning fann man Pseudomonas aeruginosa i vattnet i 15 av 20 undersökta unitar (62). Efter avslutad tandbehandling kunde de påvisa P. aeruginosa i munhålan hos 42 % av patienterna mot 6 % före behandlingen. Det är inte märkligt att patienter, som får ta del av sådana fakta, undrar vilka åtgärder man vidtagit för att rena unitvattnet (63). Vad har man gjort åt genomkoloniserade unitar? Man har föreslagit att tillfälligt minska bakteriehalten genom att spola igenom slangsystemet under 2-3 minuter vid dess samtliga tappställen (64). Detta måste då genomföras före var dags första patientbehandling och upprepas under arbetsdagen. ADA (2) rekommenderar t o m att det ska upprepas för varje patient. Till detta kan invändas, dels att det av tidsekonomiska skäl ofta inte blir gjort och dels att resultatet även vid en grundlig genomspolning blir dåligt (65), eftersom bakterieinnehållande biofilm inte kan spolas bort lika litet från slangsystemen med alla deras retentionsställen som från tandytorna. Eftersom det är känt att kopparjoner verkar hämmande på bakterieväxt, t ex i kopparrör har man föreslagit att lägga in en koppartråd i slanglumen (24, 25). Man har även använt elektrolytiskt genererade koppar- och silverjoner i förening med klorering. En kontakttid av 24 timmar gav dock ingen fullständig dekontaminering (66). En ökning av koncentrationen av koppar/silver-joner har dock visats kunna minska halten Legionella (67). Man har rekommenderat att koppla loss slangarna och tillsätta ett medel innehållande 4% Tween 80 och Ponceau, som skulle lämnas att verka minst 4 timmar (25). Flera försök att sänka bakteriehalten har gjorts genom att till unitvattnet mer eller mindre kontinuerligt tillsätta olika desinfektionsmedel, t ex klorhexidin (68) klorpreparat (20, 69-71), mertiolat (72), jodpreparat (73-75), väteperoxidpreparat (34) väteperoxid i kombination med silverjoner (33). kontinuerligt eller veckovis (76) paraättiksyra före var patient (77), syrahydrolyserat vatten (78) och diverse andra metoder (13, 79-82). Man har även låtit vattnet passera en UV-bestrålad behållare (83). Schulze et al (84) visade emellertid att UV- strålning inte hade någon som helst verkan på Legionella. (85). Lin et al (85) fann att ingen av ett flertal prövade desinfektionsmetoder, inklusive koppar/silver-jonisering, UV-ljus eller hyperklorering hade någon bestående effekt. Man har även prövat att tömma och torka ut slangsystemet över natt, men detta har inte heller givit önskad effekt (86)). Inför svårigheten att uppnå varaktigt resultat av antibakteriella åtgärder har man föreslagit att montera ett separat bakteriefilter för vart tappställe. Av de företedda bilderna att döma är detta ett ganska klumpigt system. Kelstrup (25) förelog en kombination av rengöring och ett mera centralt placerat filter. Filtrering är en av de åtgärder ADA (2) rekommenderar tillsammans med regelbunden avtappning. I brist på någon metod för att uppnå en acceptabel nivå på unitvattnets bakteriehalt har man lanserat utrustningar som arbetar med ett slutet system med behållare 3

innehållande avjoniserat eller destillerat vatten i stället för vattenledningsvatten. Även i sådana system har man nödgats använda kontinuerlig tillsats av desinfektionsmedel om än i låg koncentration (87-89). På senare tid har det kommit fram undersökningar, som visar att innehåll av låga halter av desinfektionsmedel kan försämra bindningen av fyllnadsmaterial till etsad emalj (90, 91). Gemensamt för de flesta beskrivna metoder är, att de inte omfattar någon rutinmässig kontroll av reningsresultaten. Så länge vattnet innehåller desinfektionsmedel är detta heller inte möjligt. Betydelsen av en återkommande kontroll av vattnet har betonats av en del forskare (80, 92, 93). Varför har vi ännu ingen allmänt accepterad metod för rening av unitens vattensystem? Detta kan förklaras av att flertalet hittills redovisade metoder inte innebär ett avlägsnande av biofilmen. Därför har resultatet av föreslagna åtgärder varit undermåligt i ett eller flera avseenden. Många författare (7, 12-19, 32, 36, 94, 95) har konstaterat, att det är den etablerade biofilmen i rörsystem som är orsaken till den ständiga återväxten av bakterier samt att biofilmen är förklaringen till att enbart desinfektionsmedel inte ger varaktiga resultat. Det har visats att bakteriers resistens kan ökas tusenfalt när de ligger adhererade till eller än värre är inneslutna i en biofilm. För att uppnå ett mera bestående resultat fordras således något mera radikalt; biofilmen måste lösas och avlägsnas för att kvarvarande livskraftiga bakterier ska kunna avdödas och borttransporteras, så att återkolonisation försvåras eller förhindras. Effekten hos ett rengöringsmedel för detta ändamål sammanhänger till stor del med dess proteinlösande, fettlösande och i vissa fall kalciumlösande egenskaper. I vattensystemen ingår ofta korrosionskänsliga metallegeringar, t. ex. mässing och aluminiumlegeringar och ibland t o m sådant stål som inte är korrosionssäkert. Därför måste såväl rengöringssom desinfektionsmedel vara icke korrosiva. Målsättningen för de föreliggande undersökningarna var: att undersöka förekomst av bakteriell kontamination i vattnet från dentala unitar, som varit i kliniskt bruk under minst 5 år, att utarbeta en kemisk och mekanisk metod som möjliggör en effektiv rengöring av unitens komplicerade vattensystem, att erfoderlig rengörings- och desinfektionsprocedur lätt skall kunna skötas av den egna tandvårdspersonalen, att ställa metodik och material till förfogande för var enskild unit för kontroll av den återkolonisation som oundvikligen alltid äger rum, att efter uppföljning av återkolonisationsfrekvensen tillsammans med personalen utarbeta ett arbetsschema för nödvändiga, återkommande åtgärder för att från uniten erhålla rent vatten av dricksvattenkvalité, att, när så önskas, apparaturen skall kunna kompletteras med ett utbytbart sterilfilter, vilket, under noggrann kontroll, medger användning av unitens spolvatten för kirurgiskt bruk. Material Testbakterier: Staphylococcus xylosus, Schewanella putrefaciens och dessutom ett antal andra mikroorganismer isolerade från kontaminerade unitars vattensystem: olika arter grampositiva kocker, grampositiva och gramnegativa stavar samt en svampstam. Kemiska agens: Natriumhydroxidlösning (NaOH purum, Pharm Nord), natriumhypokloritlösning (NaHClO Pharm Nord), karbamidlösning (karbamid purum, Kebo Lab 1.6217), Savinase (proteolytiskt enzym, Novo Nordisk, Köpenhamn), Tween 80 (polyoxietylensorbitanmonooleat, Kebo Lab 1.7267), EDTA (etylentiamintetraättiksyra, Merck Art. 8417), Antimikrobiella föreningar: Borsyra (purum, Kebo Lab 1.1611), didecyl-dimetylammoniumklorid-lösning, 50% (DDA, Merck art nr 814364), klorhexidindiglukonat-lösning, 20% (Eur Kval D). Indikatorfärgämnen: Bromkresolgrönt (BDH Chemicals Ltd, Poole, England, Prod 20013). kristallviolett, (Gurr ). Kliniska undersökningsobjekt: 100 unitar vid kliniska behandlingsplatser i folktandvård och privat praxis samt på odontologen i Göteborg har undersökts. Samtliga dessa hade varit i bruk minst 5 år och saknade reningsanläggning. 42 unitar, där vattensystemen befunnits vara starkt kontaminerade och på vilka Unit Clean-behållare installerades och Unit Clean rengörings- och desinfektionsvätskor användes. Mekanisk utrustning: Specialkonstruerad behållare rymmande 250 ml vätska för montage vid vattenintaget till uniten (fig 2). Fig. 2 Unit Clean-behållaren i olika funktionslägen. 4

Behållaren har en sådan konstruktion, att tillsatt vätska utan ofördelaktig utspädning lätt kan tryckas ut i unitens vattensystem enbart med hjälp av det i fastighetens vattenledningar befintliga vattentrycket. Ingen pumpmotor, inga magnetventiler eller annan elektrisk anslutning behövs således. Behållaren är vidare konstruerad så, att ett sterilfilter lätt kan skruvas i. Efter en tids noggrann bakteriologisk uppföljning, kan då unitens spolvatten användas även i samband med kirurgiska ingrepp. Metodik I. Undersökningar av bakteriehalten i dentala unitar. Vid provtagningen bortkopplades avtagbara instrument (trevägssprutor/spray, borrmaskiner av olika slag och ultraljudscalers). Mynningarna på respektive tappställe doppades i 70% desinfektionssprit, som fick verka minst 2 minuter, varpå 5-50 ml vatten avtappades från vart tappställe. Därefter uppsamlades 7 15 ml vatten i steril flaska eller provrör. Proven togs om hand på laboratoriet som regel samma eller påföljande dag. Flaskorna skakades i wortex-apparat ca 10 sekunder och 0,3 ml från var flaska eller rör utracklades på Legionella-medium (buffrat CYE-medium enl. Vickers et al 1981). Medierna inkuberades i 22-24 C under minst 10 dygn i fuktig aerob miljö med tillsats av 3 5 % koldioxid. II. Experimentella undersökningar avseende lämpliga medel för rengöring och desinfektion. Proteinlösande effekt undersöktes på petriskålar av plast, vilkas botten belagts med tre strängar av suspenderade vattenbakterier intorkade vid +70 C. Korrosiv verkan undersöktes på strimlor av sådant material som kan förekomma i unitars vattensystem, såsom mässing- och aluminiumlegeringar samt järn/stål- och plastmaterial av olika slag. Dessa placerades i provrör med testlösning på ett sådant sätt, att halva strimlan befann sig under vätskeytan. Antimikrobiella effekter. Bakteriostatisk effekt undersöktes genom diffusionstest på agarplattor enligt tidigare beskriven metod (97). På bas av dessa resultat prövades baktericid och fungicid effekt hos de utvalda tre desinfektionsvätskorna genom att teststammarna suspenderades i vätskorna. Kontakttiderna var 1-60 minuter. Vid varje kontaktperiods slut inaktiverades det antimikrobiella medlet i inokulatet med aktivt kol innan 0,1 ml inokulerades på agarplattor. Antalet överlevande mikroorganismer per ml beräknades på bas av antalet kolonibildande enheter (cfu) per ml. III. Undersökningar av rengörings- och desinfektionseffekten vid användning av det kompletta Unit Cleansystemet monterat vid behandlingsplatser. 42 dentala unitar, vars vatten efter avtappning av 50 ml visat en bakteriehalt av 10 3 10 6 bakterier per ml, försågs med Unit Clean-behållare på den tillförande vattenledningen. Grovrengöringsvätskan Unit Clean P applicerades efter avslutat kliniskt arbete för dagen och lämnades att verka minst 30 min, varefter Unit Clean 1 fick verka över natt och avtappades påföljande morgon. Efter 1-2 arbetsdagar applicerades desinfektionsvätskan (Unit Clean 2), som på samma sätt lämnades att verka över natten. Resultatet uppföljdes genom provtagning från unitvattnet, sedan unitarna använts under 4 6 arbetsdagar. I de fall då bakterietalet ännu låg över 3000 per ml, upprepades renings- och desinfektionsproceduren enligt ovan. När bakteriehalten var lägre än 1000 bakterier per ml, användes i fortsättningen enbart Unit Clean 1 och 2. Förnyad rening med dessa vätskor gjordes sedan i princip en gång per månad under 4 8 månader. Ingen av dessa unitar var försedda med sterilfilter. Resultat Undersökning av unit-vattens bakteriehalt Vattenproven från 100 dentala unitar, som inte undergått någon reningsprocedur, visade mellan 1000 och 1 000 000 bakterier per ml. Sedan 50 ml vatten avtappats från de olika tappställena sjönk bakterietalet 3-5 gånger. 76 av dessa unitar hade, trots avtappningen, fortfarande mellan 500 och 100 000 bakterier per ml. Experimentella undersökningar. Proteinlösande och korrosiva egenskaper På plastytor belagda med bakteriecellmaterial visade jodpreparat, kopparsalter och fenolderivat med känd antimikrobiell verkan ingen upplösande verkan på bakteriecellmaterialet utan precipiterade i stället för att lösa upp det och de hade dessutom en korrosiv effekt (Tabell Tabell 1 och 1. 2). Proteinlösande/precipiterade egenskaper. Kvarvarande proteinrester graderade 0-3. Precip = äggvitefällande. 5

Tabell 2 Korrosiva egenskaper. K = Korrosiv. M = missfärgande verkan efter 1 respektive 4 veckor. Antibakteriella egenskaper Exempel på undersökningar av bakteriostatisk effekt framgår av tabell 3. Karbamidlösning 30% visade endast svagt antibakteriell verkan. Tillsats av natriumborat 3% gav en något förbättrad verkan. Zonerna var dock genomgående diffust begränsade. Större och mer välbegränsade hämningszoner erhölls med klorhexidin med eller utan tillsats Tabell 3. av Antimikrobiell DDA 0.02%. verkan påvisad i geldiffusion på blodagarplatta. Två utvalda bakteriestammar med hög (S xylosus) respektive låg (S putrefaciens) resistens. Diameter i mm. av uppmätta zonstorlekar. Medelvärde av 5 bestämningar. Spridningen inom en och samma stam och med samma inokulat < 1 mm. Natriumhypoklorit och natriumhydroxid, vars väl kända proteinupplösande egenskaper kunde bekräftas, visade sig vara starkt korrosiva för de flesta material även i låga koncentrationer. Karbamid däremot, hade avsevärt långsammare proteinupplösande effekt än de ovan nämnda och visade ingen som helst korrosiv verkan, inte ens efter långvarig exponeringstid (>12 månader). För järn observerades t o m en rostskyddande verkan. Kombinationen med natriumborat förstärkte den proteinlösande effekten. Tillsammans med ett inom tvättmedelsindustrin använt proteolytiskt enzym, Savinase, med angiven optimal verkan vid ph >9,0 erhölls under observationsperioden, 12 timmar, en total upplösning av proteinfilmen på plastyta (Unit Clean 1 fig. 3). Obehandlad yta Kranvatten Av tabell 4 framgår resultaten av ett av fungicidiförsöken. Klorhexidin 0,2-0,5% som visat god effekt gent emot samtliga påträffade vattenbakterie-stammar, hade svag verkan på den testade mögelsvampstammen. Vid kombination av klorhexidin och DDA (Unit Clean 2) erhölls Tabell 4. en Antimikrobiell breddad verkan antimikrobiell påvisad i fungicidi-försök. aktivitet. Mögelsvamp isolerad från unitvatten På bas av bl a dessa undersökningar kunde kombinationer av rengörande och antimikrobiella medel sammanställas. Till kombinationen av karbamid, natriumborat och Savinase sattes 0,5% EDTA för upplösning av förekommande kalciumavlagringar samt 1,0% Tween 80 för att uppnå fettlösande och samtidigt ytspänningsnedsättande verkan med ökad penetrationsförmåga som följd. För att synliggöra närvaron av vätskorna prövades ett stort antal indikatorfärgämnen. Flertalet färgämnen av färgades emellertid på kort tid i rengöringsvätskan (Unit Clean 1). Av de prövade färgerna visade sig endast bromkresolgrönt kunna bibehålla färgen vid lagring. Det ger vid ph 9,5 en turkos färg och är synligt i mycket låga koncentrationer (0,002%). Som indikator för desinfektionsvätskan Unit Clean 2 användes kristallviolett (0,002 %). Denna lösning fick härigenom en violett färg. Fig. 3 Unit Clean 1 Klorhexidin 0,5% Proteinlösande och precipiterande effekt registrerad efter 12 tim. exponering av proteinbelagd plastyta. Undersökning av bakteriehalten i vatten från unitar som undergått reningsprocedur med Unit Clean 1 och 2. Fig. 4 visar ett sammanställt resultat från 42 unitar, som varit försedda med Unit Clean vattenreningsystem under 4-5 månader. För 3 av dessa var en enda primär rengörings- och desinfektionsprocedur tillräcklig för att uppnå dricksvattenkvalité (<200 cfu per ml), 3 unitar visade >200 - < 1000 cfu per ml. Efter 2 behandlingar hade 8 unitar <200 cfu per ml och efter 4 behandlingar hade dessa ökat till 36. Efter 5 behandlingar hade samtliga 42 unitar < 200 cfu per ml och därav hade 28 st < 10 cfu per ml. Av dessa unitar har 12 bibehållit ett lågt bakterietal under 2-3 månader. Som regel kvarstod ett lågt bakterietal under förlängd tid för var månadsvis behand- 6

lingsomgång. 40 30 20 10 Fig. 4 0 Rengöring nr. 1 2 3 4 5 >3000 <1000 - >200 <10 <3000 - >1000 <200 - >10 Resultat (antal cfu/ml) från Unit Clean-behandling av 42 starkt förorenade vattensystem i dentala unitar. Fig. 5 visar exempel på elektronmikroskopiska bilder av insidan av slangar, som uttagits från unitar före och efter rengöring med Unit Clean-vätskor. Fig. 5 a före rengöring b efter rengöring Förstoring 100 gånger Diskussion Många undersökningar och iakttagelser vittnar om att det i stillastående eller långsamt rinnande vatten sker en fortlöpande kolonisation av mikroorganismer av många olika slag (3, 35). Att dentala unitars vattensystem förr eller senare koloniseras med bakterier har påpekats av flera undersökare (4, 18, 20-22, 24-29, 32, 34, 35, 37-42, 47). Vår undersökning av mera än 100 unitars vattensystem vid odontologen och vid folktandvårds- och privata kliniker i Göteborgsregionen bekräftade att detta är ett problem även för unitar som varit i bruk under endast ett fåtal år. Problemen, som är av både hygienisk och teknisk art, synes vara generella och inte knutet till något visst fabrikat. Motsvarande iakttagelser har gjorts i flera länder. Genomspolning med vatten kan visserligen sänka bakteriehalten momentant (64), men om den ska få nämnvärd effekt, måste den ske under lång tid och upprepas ofta, eftersom antalet bakterier snabbt ökar igen. Ständigt återkommande vattenavtappningar blir dessutom ganska tidsödande. Detta är således ingen tillfredsställande åtgärd. En snabbt återkommande kolonisation visar, att så länge organiska beläggningar i form av en biofilm finns kvar, finns det också kvarvarande bakterier, som snabbt kan växa till. De dominerande bakterierna är som regel anspråkslösa och härrör från det tillförande vattensystemet. Munhålebakterier har vid dessa undersökningar påträffats endast sporadiskt. Detta förklaras av att man på sentida utrustningar har eliminerat återsuget från de perifera vattenförande mynningarna. De i litteraturen hittills redovisade åtgärderna för att desinficera unitars vattensystem har endast kunnat visa på kortvarig effekt. (2, 13, 20, 24, 25, 33, 34, 41, 64, 68-72, 74-78, 83, 86, 96). Detta beror till stor del på att man bortsett från det nödvändiga i att avlägsna biofilmen. Såväl våra laboratorieförsök som proven från kliniska behandlingsplatser visar, att för att uppnå en mera varaktig reduktion av bakterierna, fordras det rengöringsmedel med upplösande effekt på den komplexa biofilm och de eventuellt förekommande kalciumavlagringar, som bildas i systemet. När biofilmen avlägsnats har möjligheterna för tillväxt av mikroorganismer avsevärt minskat. Försöken bekräftar också den tidigare gjorda iakttagelsen (97) att det är väsentligt att avlägsna organiska beläggningar från t.ex. tandytor, där man vill uppnå ett pålitligt desinfektionsresultat och att detta inte kan kompenseras ens med starka bakteriedödande medel (97). Det finns exempel på att man på grund av svårigheterna med att få kontroll av det unitvatten som tillföres via det ordinarie vattenledningsnätet har föreslagit att koppla bort detta och istället installera en behållare på var unit för avjoniserat eller destillerat vatten. Eftersom detta innebär en reservoir med stillastående vatten blir man även här tvungen att föreskriva en ständig tillsats av något antimikrobiellt medel (18). Vid sökandet efter icke korrosiva medel med proteinlösande och/eller baktericid effekt prövades i preliminära försök, ett stort antal föreningar. Vi fann då, att de uppställda målen, proteolytisk kombinerad med baktericid och icke-korrosiv effekt, endast uppfylldes av ett fåtal ämnen. Flertalet prövade desinfektionsmedel precipiterade proteiner och försvårade därigenom efterföljande 7

försök till upplösning av biofilmen. En del av dessa desinfektionsmedel var korrosiva för en del metallkomponenter i unitens vattensystem. Ingen enskild förening var optimal i alla avseenden. Karbamid visade sig inte bara ha en viss proteinlösande effekt, utan även vara ickekorrosivt och till och med ha direkt rostskyddande verkan. Den antibakteriella verkan är emellertid svag. Denna förstärktes något genom kombinationen med natriumborat som dessutom visade sig vara en lämplig bas för och förstärkte verkan av det proteolytiska enzymet. Förutom en ökad proteolytisk effekt förbättrades dessutom lagringsdugligheten av enzymet vid denna kombination. Eftersom det proteolytiska enzymet verkar bäst omkring ph 9,5 och desinfektionsmedlen mellan ph 5 och 6, medförde detta att rengörings- och desinfektionsprocedurerna måste genomföras i 2 steg, vilket dock lätt kan ske på grund av mediebehållarens konstruktion. Tillämpningen och uppföljningen vid kliniska behandlingsplatser har visat att den utprövade kombinationen av kemiska substanser i kombination med den lätthanterliga anordningen för deras applikation är ett praktiskt användbart sätt att i kliniskt bruk kunna rengöra och desinficera unitars vattensystem och motverka återkolonisation. När vi antog utmaningen att tillhandahålla medel och metodik för rening av unitars vattensystem gällde det i första hand att möjliggöra ett avlägsnande av biofilmen/ biomassan. För varje unit förutsätter detta en fortlöpande samverkan mellan tandvårdspersonalen och oss och är speciellt betydelsefullt under den första tiden. Sedan brukar det hela kunna övergå i en mera rutinmässig skötsel. I gengäld får man tillfredsställelsen av att ha ett rent vatten utan kontinuerliga, kemiska tillsatser och minskad risk för driftsstörningar. Resultaten från de 42 hårt koloniserade unitar, som testats under ca ett halvår, visar att den uppsatta målsättningen, vattensystem med låg eller näst intill ingen bakteriehalt, är möjlig att uppnå med de föreslagna åtgärderna även vid starkt förorenade vattensystem (fig 4). Behållaren för applikation av vätskor kan monteras på alla typer av unitar. För att undvika att en opåverkbar bakteriereservoir uppstår, bör ledningen fram till behållaren utgöras av kopparrör, eftersom bakteriehalten där brukar vara låg. Om vattentillförseln däremot sker genom någon plast- eller gummislang, blir även denna så småningom starkt koloniserad och, då den inte är tillgänglig för det beskrivna rengöringssystemet, kan den komma att kvarstå som ett bakteriefokus, vilket då nödvändiggör tätare reningsintervall för unitvattnet. Indikatorfärgen i Unit Clean 1 och 2 har visat sig vara en god hjälp för att kontrollera, att man har fört in vätskorna i hela vattensystemet och att man efter varje rengörings- och desinfektionsprocedur har spolat bort dem. Om man av misstag skulle spola in rengöringseller desinfektionsvätska i någon patients mun, inträffar dock inga skadliga verkningar på tänder eller munslemhinna. De redovisade rengörings- och desinfektionsförsöken på de 42 unitarna visar att förutsättningarna för återkolonisation - recidiv - varierar avsevärt. Det är därför inte möjligt att ange ett för alla unitar i detalj gällande rengöringsschema. Vi tillråder därför att till en början genomföra rengörings- och desinfektionsprocedurerna med två till tre veckors mellanrum och ta ut vattenprov för odling. Med ledning av resultatet av dessa prov kan man sedan avgöra, hur man skall gå vidare. Uppföljande efterkontroller visar, att sedan bakteriefrihet konstaterats, resultatet som regel står sig under en tid av 1-2, ibland flera månader. Med korrekt installation och handhavande har man således möjlighet att med enkel arbetsinsats nedbringa bakteriehalten i unitvattnet till samma låga nivå som i vattenledningsvattnet och sedan hålla bakterieförekomsten under kontroll. Kontrollfunktion viktig På grund av den oundvikliga variationen i vattenkvalité och unitars olika konstruktion och kondition har det visat sig att deras vattensystem kan vara olika mycket igen- grodda och återkolonisation kan ske olika snabbt. Därför bör varje rengörings- och desinfektions-procedurs effektivitet kontrolleras med adekvata, mikrobiologiska prov och sedan följas upp med individuellt avvägda intervall. Sedan rengörings- och desinfektionsprocedurer genomförts bör, efter observationstider med uppföljande provtagningar, individuellt avpassade rengöringsscheman och kontroller kunna utarbetas och erbjudas varje klinisk behandlingsplats. Om ett bakteriefilter inmonteras kan unitvattnet, sedan effekten av rengörings- och desinfektionsprocedurerna under erforderlig tid noga kontrollerats, användas även för kirurgiskt bruk. Detta förutsätter dock tätare och individuellt avvägda kontroller. Filtret sätter så småningom igen sig på grund av fasta partiklar i det tillförande rörsystemet. Konklusion 1. Dentala unitars vatten koloniseras som regel av mikroorganismer. 2. Koloniseringen beror på det långsamma vattenflödet, omväxlande med perioder av helt stillastående vatten. 3. En biofilm utvecklas och ger grogrund för ytterligare tillväxt av mikroorganismer, även för mera substratkrävande och ev. patogena bakterier. 4. Biofilmen skyddar mikroorganismer för påverkan av antimikrobiella medel. För effektiv desinfektion måste därför biofilmen först avlägsnas. 8

5. Biofilmen kan utvecklas till en biomassa och då även orsaka mekaniska problem med driftsstörningar av unitens funktion som följd. 6. En metod och utrustning för effektiv rengöring och desinfektion av unitens vattensystem har utvecklats och här översiktligt beskrivits. 7. Utrustningen är utformad så att den lätt skall kunna handhavas av den ordinarie tandvårdspersonalen. 8. Ett sterilfilter kan lätt iskruvas i aggregatet och medger efter noggrann mikrobiologisk kontroll, att unitvattnet kan användas även för kirurgiskt bruk. English summary A method for regular cleaning and disinfection of dental units water systems Åke Möller, Gunnar Dahlén, Jan-Åke Hallén Tandläkartidningen 2000; 92 (11): 44-53 The complex water system of dental units is colonized by bacteria from the tap water. This is a consequence of the fact that the water system of units contains plastic tubes and valves with several retention sites in combination with a low water flow. A biofilm containing complex organic material develops and creates the conditions for an increased bacterial content in the unit water. However, the thickness of the biofilm increases with time and it may attract pathogenic bacteria, e.g. Legionella pneumophila. Technical disturbances, e.g. turbine damage, may also follow. The present investigation confirms the high number of bacteria in many unit water systems. One of the aims of this series of studies was to elaborate a chemical and mechanical method for regular cleaning and disinfection of the unit water system. By means of a container mounted permanently on the supplying water pipe, tested cleaning and disinfection agents were easily introduced into the water system of the unit. The method, here named Unit Clean, has been studied on heavily colonized dental units during a period of at least 6 months. After absence of bacteria was registered, recolonisation occurred after 3 weeks to 6 months. Initially, repeated cleaning after 2-3 weeks is recommended. When a bacterial filter was mounted in the container on the supplying waterpipe, the absence of bacteria was registered for longer period of time and it allowed, after bacteriological control, the use of spray and rinsing functions even for aseptic work. Key words: microbial colonisation, dental unit, biofilm, cleaning desinfection Referenser 1. Recommended infection-control practices for denti stry, 1993. Centers for Disease Control and Prevention. MMWR Recomm Rep 1993;42(RR-8):1-12. 2. ADA statement on dental unit waterlines. Adopted by the ADA Board of Trustees, December 13, 1995 and the ADA Council on Scientific Affairs, September 28, 1995. Northwest Dent 1996;75(2):25-6. 3. Herman LG. Sources of the slow-growing pigmented water bacteria. Health Lab Sci 1976;13(1):5-10. 4. Exner M, Tuschewitzki GJ, Haun F. [Scanning electron microscope demonstration of wall coloniza tion of water-bearing plastic tubes]. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1982;176(5-6):425-34. 5. Costerton JW, Cheng KJ, Geesey GG, Ladd TI, Nickel JC, Dasgupta M, et al. Bacterial bio films in nature and disease. Annu Rev Microbiol 1987;41:435-64. 6. Costerton JW, Lewandowski Z, Caldwell DE, Korber DR, Lappin-Scott HM. Microbial biofilms. Annu Rev Microbiol 1995;49:711-45. 7. LeChevallier MW, Cawthon CD, Lee RG. Inactivation of biofilm bacteria. Appl Environ Microbiol 1988;54(10):2492-9. 8. Barbeau J, Gauthier C, Payment P. Biofilms, infectio us agents, and dental unit waterlines: a review. Can J Microbiol 1998;44(11):1019-28. 9. Barbeau J. Waterborne biofilms and dentistry: the changing face of infection control. J Can Dent Assoc 2000;66(10):539-41. 10. Barbeau J, Buhler T. Biofilms augment the number of free-living amoebae in dental unit waterlines. Res Microbiol 2001;152(8):753-60. 11. Dental unit waterlines: approaching the year 2000. ADA Council on Scientific Affairs. J Am Dent Assoc 1999;130(11):1653-64. 12. Plamondon T, Mills S. A practical approach to impro ving the quality of water used for routine dental treat ments. Gen Dent 2000;48(6):682-8. 13. Lee TK, Waked EJ, Wolinsky LE, Mito RS, Danielson RE. Controlling biofilm and microbial con tamination in dental unit waterlines. J Calif Dent Assoc 2001;29(9):679-84. 14. Pederson ED, Stone ME, Ragain JC, Jr., Simecek JW. Waterline biofilm and the dental treatment facility: a review. Gen Dent 2002;50(2):190-5; quiz 196-7. 15. Singh R, Stine OC, Smith DL, Spitznagel JK, Jr., Labib ME, Williams HN. Microbial diversity of bio films in dental unit water systems. Appl Environ Microbiol 2003;69(6):3412-20. 16. Wirthlin MR, Marshall GW, Jr., Rowland RW. Formation and decontamination of biofilms in dental unit waterlines. J Periodontol 2003;74(11):1595-609. 9

17. Marciano-Cabral F. Introductory remarks: bacterial endosymbionts or pathogens of free-living amebae1. J Eukaryot Microbiol 2004;51(5):497-501. 18. Walker RJ, Burke FJ, Miller CH, Palenik CJ. An inve stigation of the microbial contamination of dental unit air and water lines. Int Dent J 2004;54(6):438-44. 19. Yabune T, Imazato S, Ebisu S. Inhibitory effect of PVDF tubes on biofilm formation in dental unit waterlines. Dent Mater 2005;21(8):780-6. 20. Abel LC, Miller RL, Micik RE, Ryge G. Studies on dental aerobiology. IV. Bacterial contamination of water delivered by dental units. J Dent Res 1971;50(6):1567-9. 21. McEntegart MG, Clark A. Colonisation of dental units by water bacteria. Br Dent J 1973;134(4):140-2. 22. Clark A. Bacterial colonization of dental units and the nasal flora of dental personnel. Proc R Soc Med 1974;67(12 pt 1):1269-70. 23. Gross A, Devine MJ, Cutright DE. Microbial conta mination of dental units and ultrasonic scalers. J Periodontol 1976;47(11):670-3. 24. Hesselgren SG, Nedlich U. [Growth of bacteria in Unit hoses]. Tandlakartidningen 1977;69(20):1141-4. 25. Kelstrup J, Funder-Nielsen TD, Theilade J. Microbial aggregate contamination of water lines in dental equipment and its control. Acta Pathol Microbiol Scand [B] 1977;85(3):177-83. 26. Fitzgibbon EJ, Bartzokas CA, Martin MV, Gibson MF, Graham R. The source, frequency and extent of bacterial contamination of dental unit water systems. Br Dent J 1984;157(3):98-101. 27. Martin MV. The significance of the bacterial contami nation of dental unit water systems. Br Dent J 1987;163(5):152-4. 28. Crawford JJ, Broderius C. Control of cross-infection risks in the dental operatory: prevention of water ret raction by bur cooling spray systems. J Am Dent Assoc 1988;116(6):685-7. 29. Crawford JJ, Broderius C. Evaluation of a dental unit designed to prevent retraction of oral fluids. Quintessence Int 1990;21(1):47-51. 30. Jaeggi NE, Bader J, Schmidt-Lorenz W. [Bacterial regrowth in drinking water. III. Reasons for regrowth with oligocarbotolerant bacteria]. Zentralbl Hyg Umweltmed 1989;188(1-2):47-65. 31. Jaeggi NE, Schmidt-Lorenz W. [Bacterial regrowth in drinking water. II. Drinking water distribution sys tems]. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1988;186(5-6):494-503. 32. Jaeggi NE, Schmidt-Lorenz W. [Bacterial regrowth in drinking water. I. The upgrading of drinking water]. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1988;186(4):311-25. 33. Jatzwauk L, Reitemeier B. A pilot study of three met hods for the reduction of bacterial contamination of dental unit water systems in routine use. Int J Hyg Environ Health 2002;204(5-6):303-8. 34. Kilian M. [Evaluation of a new system to decontami nate water passing through dental units]. Tandlaegebladet 1989;93(14):547-9. 35. Barbeau J, Tanguay R, Faucher E, Avezard C, Trudel L, Cote L, et al. Multiparametric analysis of waterline contamination in dental units. Appl Environ Microbiol 1996;62(11):3954-9. 36. Williams HN, Paszko-Kolva C, Shahamat M, Palmer C, Pettis C, Kelley J. Molecular techniques reveal high prevalence of Legionella in dental units. J Am Dent Assoc 1996;127(8):1188-93. 37. Merne ME, Puranen MH, Syrjanen SM, Hyvonen PM. Dental unit water systems harbor large numbers of microorganisms. Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(5):301-2. 38. Zanetti F, Stampi S, De Luca G, Fateh-Moghadam P, Antonietta M, Sabattini B, et al. Water characteristics associated with the occurrence of Legionella pneu mophila in dental units. Eur J Oral Sci 2000;108(1):22-8. 39. Tonetti-Eberle B, Pauli-Uhlmann A, Mombelli A. [Quality of water of dental units. A survey in the region of Berne, Switzerland]. Schweiz Monatsschr Zahnmed 2001;111(10):1160-4. 40. Panagakos FS, Lassiter T, Kumar E. Dental unit waterlines: review and product evaluation. J N J Dent Assoc 2001;72(2):20-5, 38. 41. Smith AJ, McHugh S, Aitken I, Hood J. Evaluation of the efficacy of Alpron disinfectant for dental unit water lines. Br Dent J 2002;193(10):593-6; discussion 584. 42. Depaola LG, Mangan D, Mills SE, Costerton W, Barbeau J, Shearer B, et al. A review of the science regarding dental unit waterlines. J Am Dent Assoc 2002;133(9):1199-206; quiz 1260. 43. Monarca S, Grottolo M, Feretti D, Gigola P, Zerbini I, Alberti A, et al. [Environmental monitoring of infecti ve risks in Italian dental offices]. Minerva Stomatol 2002;51(7-8):319-26. 44. Pankhurst CL. Risk assessment of dental unit waterli ne contamination. Prim Dent Care 2003;10(1):5-10. 45. Walker JT, Bradshaw DJ, Finney M, Fulford MR, Frandsen E, E OS, et al. Microbiological evaluation of dental unit water systems in general dental practice in Europe. Eur J Oral Sci 2004;112(5):412-8. 46. Bagga BS, Murphy RA, Anderson AW, Punwani I. Contamination of dental unit cooling water with oral microorganisms and its prevention. J Am Dent Assoc 1984;109(5):712-6. 47. Williams JF, Molinari JA, Andrews N. Microbial con tamination of dental unit waterlines: origins and cha racteristics. Compend Contin Educ Dent 1996;17(6):538-40, 542 passim; quiz 558. 48. Reinthaler F, Mascher F. [Demonstration of Legionella pneumophila in dental units]. Zentralbl 10

Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1986;183(1):86-8. 49. Atlas RM, Williams JF, Huntington MK. Legionella contamination of dental-unit waters. Appl Environ Microbiol 1995;61(4):1208-13. 50. Challacombe SJ, Fernandes LL. Detecting Legionella pneumophila in water systems: a comparison of vario us dental units. J Am Dent Assoc 1995;126(5):603-8. 51. Zanetti F, De Luca G, Tarlazzi P, Stampi S. Decontamination of dental unit water systems with hydrogen peroxide. Lett Appl Microbiol 2003;37(3):201-6. 52. Fotos PG, Westfall HN, Snyder IS, Miller RW, Mutchler BM. Prevalence of Legionella-specific IgG and IgM antibody in a dental clinic population. J Dent Res 1985;64(12):1382-5. 53. Reinthaler FF, Mascher F, Stunzner D. Serological examinations for antibodies against Legionella spe cies in dental personnel. J Dent Res 1988;67(6):942-3. 54. Luck PC, Lau B, Seidel S, Postl U. [Legionellae in dental units--a hygienic risk?]. Dtsch Zahn Mund Kieferheilkd Zentralbl 1992;80(6):341-6. 55. Michel R, Borneff M. [The significance of amoebae and other protozoa in water conduit systems in dental units]. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1989;187(4-6):312-23. 56. Michel R, Just HM. [Acanthamoebae, Naegleria and other free-living Amoebae in cooling and rinsing water of dental treatment units]. Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg [B] 1984;179(1):56-72. 57. Paszko-Kolva C, Yamamoto H, Shahamat M, Sawyer TK, Morris G, Colwell RR. Isolation of amoebae and Pseudomonas and Legionella spp. from eyewash sta tions. Appl Environ Microbiol 1991;57(1):163-7. 58. Nagy LA, Olson BH. The occurrence of filamentous fungi in drinking water distribution systems. Can J Microbiol 1982;28(6):667-71. 59. Odlum O. Dental unit waterline contamination. J Can Dent Assoc 2000;66(4):175. 60. Monarca S, Grottolo M, Renzi D, Paganelli C, Sapelli P, Zerbini I, et al. Evaluation of environmental bacte rial contamination and procedures to control cross infection in a sample of Italian dental surgeries. Occup Environ Med 2000;57(11):721-6. 61. Szymanska J. Risk of exposure to Legionella in dental practice. Ann Agric Environ Med 2004;11(1):9-12. 62. Exner M, Haun F, Kocikowski R. [Dental units as sources of contamination by Pseudomonas aerugino sa]. Dtsch Zahnarztl Z 1981;36(12):819-24. 63. If your patients ask about dental unit waterlines. Pa Dent J (Harrisb) 2000;67(3):8. 64. Scheid RC, Kim CK, Bright JS, Whitely MS, Rosen S. Reduction of microbes in handpieces by flushing before use. J Am Dent Assoc 1982;105(4):658-660. 65. Teixeira RM. [Water-quality of Westbrabantse dental units and the effect of flushing]. Ned Tijdschr Tandheelkd 2002;109(8):307-11. 66. Landeen LK, Yahya MT, Gerba CP. Efficacy of cop per and silver ions and reduced levels of free chlorine in inactivation of Legionella pneumophila. Appl Environ Microbiol 1989;55(12):3045-50. 67. Liu Z, Stout JE, Tedesco L, Boldin M, Hwang C, Diven WF, et al. Controlled evaluation of copper-sil ver ionization in eradicating Legionella pneumophila from a hospital water distribution system. J Infect Dis 1994;169(4):919-22. 68. Larsen T, Fiehn NE. The effect of Sterilex Ultra for disinfection of dental unit waterlines. Int Dent J 2003;53(4):249-54. 69. LeChevallier MW, Cawthon CD, Lee RG. Factors promoting survival of bacteria in chlorinated water supplies. Appl Environ Microbiol 1988;54(3):649-54. 70. Wirthlin MR, Marshall GJ. Evaluation of ultrasonic scaling unit waterline contamination after use of chlo rine dioxide mouthrinse lavage. J Periodontol 2001;72(3):401-10. 71. Porteous NB, Cooley RL, Lau CA. The efficacy of a continuous-use stabilized chlorine dioxide dental unit waterline cleaner and the evaluation of two water sampling methods. Gen Dent 2003;51(5):472-6; quiz 477. 72. Grayson BH, Li WK, Benjaminson MA. Viability of bacteria in high-speed dental drill aerosols with anti microbial agents in the water coolant system. J Dent Res 1973;52(1):7-12. 73. Mills SE, Lauderdale PW, Mayhew RB. Reduction of microbial contamination in dental units with povido ne-iodine 10%. J Am Dent Assoc 1986;113(2):280-4. 74. Fiehn NE, Henriksen K. Methods of disinfection of the water system of dental units by water chlorination. J Dent Res 1988;67(12):1499-504. 75. Fiehn NE, Henriksen K. [Methods of disinfection of water systems in dental units by water chlorination]. Tandlaegebladet 1989;93(1):1-6. 76. Shepherd PA, Shojaei MA, Eleazer PD, Van Stewart A, Staat RH. Clearance of biofilms from dental unit waterlines through the use of hydroperoxide ionphase transfer catalysts. Quintessence Int 2001;32(10):755-61. 77. Montebugnoli L, Chersoni S, Prati C, Dolci G. A bet ween-patient disinfection method to control water line contamination and biofilm inside dental units. J Hosp Infect 2004;56(4):297-304. 78. Kohno S, Kawata T, Kaku M, Fuita T, Tsutsui K, Ohtani J, et al. Bactericidal effects of acidic electroly zed water on the dental unit waterline. Jpn J Infect Dis 2004;57(2):52-4. 79. Smith RS, Pineiro SA, Singh R, Romberg E, Labib ME, Williams HN. Discrepancies in bacterial recove ry from dental unit water samples on R2A medium and a commercial sampling device. Curr Microbiol 2004;48(4):243-6. 11

80. Testarelli L, D Aversa L, Dolci G. Infection through sprays in medical devices for dentistry. A controllable epidemiological impact. Minerva Stomatol 2004;53(9):479-94. 81. Testarelli L, L DA, Dolci G. The challenge of severe acute respiratory syndrome (SARS) in dentistry. Minerva Stomatol 2004;53(7-8):389-402. 82. Meiller TF, Kelley JI, Zhang M, DePaola LG. Efficacy of A-dec s ICX dental unit waterline treat ment solution in the prevention and treatment of mic robial contamination in dental units. J Clin Dent 2004;15(1):17-21. 83. Martiny H, Seidel K, Ruden H. [Use of UV rays for the disinfection of water. III. UV sensitivity of Legionella pneumophila of different ages in cold and warm drinking water]. Zentralbl Hyg Umweltmed 1989;188(1-2):35-46. 84. Schulze-Robbecke R, Feldmann C, Fischeder R, Janning B, Exner M, Wahl G. Dental units: an envi ronmental study of sources of potentially pathogenic mycobacteria. Tuber Lung Dis 1995;76(4):318-23. 85. Lin YS, Stout JE, Yu VL, Vidic RD. Disinfection of water distribution systems for Legionella. Semin Respir Infect 1998;13(2):147-59. 86. Fiehn NE, Larsen T. The effect of drying dental unit waterline biofilms on the bacterial load of dental unit water. Int Dent J 2002;52(4):251-4. 87. Kettering JD, Munoz-Viveros CA, Stephens JA, Naylor WP, Zhang W. Reducing bacterial counts in dental unit waterlines: distilled water vs. antimicrobial agents. J Calif Dent Assoc 2002;30(10):735-41. 88. Kettering JD, Stephens JA, Munoz-Viveros CA, Naylor WP. Reducing bacterial counts in dental unit waterlines: tap water versus distilled water. J Contemp Dent Pract 2002;3(3):1-9. 89. Kim PJ, Cederberg RA, Puttaiah R. A pilot study of 2 methods for control of dental unit biofilms. Quintessence Int 2000;31(1):41-8. 90. Roberts HW, Karpay RI, Mills SE. Dental unit water line antimicrobial agents effect on dentin bond strength. J Am Dent Assoc 2000;131(2):179-83. 91. Schneider DJ, Combe EC, Martens LV. The effect of washing water on bonding to etched enamel. J Oral Rehabil 2004;31(1):85-9. 92. al Shorman H, Nabaa LA, Coulter WA, Pankhurst CL, Lynch E. Management of dental unit water lines. Dent Update 2002;29(6):292-8. 93. Szymanska J. Control methods of the microbial water quality in dental unit waterlines. Ann Agric Environ Med 2003;10(1):1-4. 94. Davies DG, Chakrabarty AM, Geesey GG. Exopolysaccharide production in biofilms: substratum activation of alginate gene expression by Pseudomonas aeruginosa. Appl Environ Microbiol 1993;59(4):1181-6. 95. Tall BD, Williams HN, George KS, Gray RT, Walch M. Bacterial succession within a biofilm in water supply lines of dental air-water syringes. Can J Microbiol 1995;41(7):647-54. 96. Mills SE. The dental unit waterline controversy: defu sing the myths, defining the solutions. J Am Dent Assoc 2000;131(10):1427-41. 97. Möller ÅJR. Microbiological examination of root canals and periapical tissues of human teeth. Methodological studies. Odontol Tidskr 1966;74(5):Suppl:1-380. 12